La interacción de los pequeños rumiantes domésticos (ovejas y cabras) con los nemátodos gastrointestinales (NGI) ha permitido su co-evolución que ha permitido que la mayoría de las ovejas y cabras sobrevivan en las granjas con infecciones moderadas o leves de NGI, sin que éstos afecten su salud y producción. Sin embargo, existen condiciones donde se rompe el equilibrio entre los hospedadores y sus parásitos. Este escenario es cuando las ovejas y las cabras son afectadas al perder condición de salud y padecer una parasitosis clínica, la cual ocasiona pérdidas económicas o incluso la propia vida del animal.
Hasta la fecha, el método usado en la ganadería para controlar los NGI ha sido el uso varias veces al año de antihelmínticos en sabana a todo el rebaño, en el caso de animales de producción cárnica; y del uso en lotes de secado en los animales de producción lechera.
Desde hace unos años disponemos en el mercado de productos que pueden usarse en animales de producción lechera sin perjudicar la entrega de leche a la industria, ya que no tienen periodo de supresión en leche, como Eprecis®, eprinomectina inyectable subcutánea.
Los últimos estudios publicados nos indican de la gran resistencia a los antihelmínticos de los NGI, por eso el uso de otras moléculas como la eprinomectina, o saber si los animales están parasitados o no y qué carga de parásitos tienen (nº huevos de NGI/gramo de heces), de esta forma procederemos a realizar una correcta desparasitación, y no contribuir a la resistencia antihelmíntica generada por el uso incorrecto de los antiparasitarios. Tenemos que hacer un punto y aparte, y comenzar a hacer más uso de las técnicas coprológicas para saber en qué estado se encuentra nuestro rebaño en cuanto a parasitación se refiere.
En este artículo centraremos el foco en describir nuevos protocolos de recogida de heces en el ovino y caprino, para conseguir un número de muestras lo más correcta posible para evitar la cantidad de falsos negativos que pueden darse en este tipo de analíticas.
La recogida de muestras de heces siempre se ha realizado siguiendo los mismos pasos, que son el de coger muestras individualizadas de un número representativo del rebaño, o cogiendo pool de heces de ese número representativo. Normalmente, las recoge el veterinario de la granja o el ganadero y se las hace llegar a éste, para su posterior envío al laboratorio.
De este modo resumiendo los pasos, estamos cogiendo heces de unos animales del rebaño en un momento concreto del día y a una hora determinada. Pues bien, a no ser que, nuestro rebaño tenga una carga parasitaria muy elevada, en el que incluso veamos síntomas clínicos de posible afección por parásitos, lo normal o en la mayoría de las ocasiones, es tener un resultado negativo.
Esto es debido a que los parásitos tienen un ciclo de excreción que no es constante durante los días e incluso durante las horas del día, incluso dependientes de la resistencia del hospedador (variabilidad genética). Se ha constatado, que los parásitos pueden excretar huevos a través de las heces diferentes días, incluso a diferentes horas del día.
Debemos de ser consecuentes de algunos conceptos claves del diagnóstico parasitológico:
No existe un único método que sirva para todos los parásitos. En este caso nos centraremos en los NGI.
Si no hacemos adecuadamente lo más técnicamente posible la recogida de muestras, las posibilidades de errar serán muy altas.
La presencia de una elevada cantidad de parásitos (huevos o larvas en las heces) puede confirmar la existencia de una enfermedad parasitaria, pero su ausencia o la presencia de un número bajo no significa necesariamente que el animal no padezca una enfermedad, por los siguientes motivos:
La cantidad de huevos, larvas, etc., eliminados con las heces fluctúa a lo largo del día.
Los huevos, larvas, etc., no están uniformemente distribuidos en las heces.
Las formas inmaduras no eliminan huevos, por lo que a veces no podemos detectarlas. Además, estas formas inmaduras son en muchos casos más patógenas que los propios adultos.
La resistencia del hospedador (variabilidad genética) puede disminuir o anular la puesta de huevos por los parásitos o alargar el período de prepatencia. Un recuento muy alto si indica una desestabilización del equilibrio parásito/hospedador en beneficio del parásito; el animal se ha debilitado, ha perdido sus defensas y la parasitosis es grave.
Los huevos de muchas especies de nemátodos no se distinguen con facilidad, por lo que el recuento se refiere muchas veces a la cantidad total de huevos de diversas especies (por ejemplo, huevos de estrongilidos por gramo de heces).
Fotos 2 y 3: preparación de muestras coprológicas en laboratorio.
Tenemos que hacer de forma diferente lo que se ha venido haciendo hasta ahora, y hay que instaurar un nuevo método de recogida de heces para disminuir los falsos negativos en el resultado de la prueba coprológica.
Hay que ser consecuentes y asumir que supondrá un aumento de las visitas ya que proponemos recoger muestras de heces de los mismos animales en un período de 12 horas entre cada muestreo.
Seleccionar ente 10 – 15 animales de los diferentes grupos productivos de la granja, incluyendo corderas y machos.
Marcar con una pintura los animales.
Hacer el primer muestreo a primera hora de la mañana, y el segundo a última hora de la tarde; o bien, el primer muestreo a última hora de la tarde y el segundo a primera hora de la mañana del día siguiente. Es importante dejar pasar entre muestreo y muestreo un mínimo de 12 horas.
Las muestras se recogerán directamente con un guante del recto del animal. Este mismo guante puede servir de material de recogida si se le da la vuelta al guante quedando las heces en el interior.
Se identifican las muestras con la identificación individual del animal.
Mandar lo más rápidamente posible al laboratorio. Usar una caja que preserve la temperatura de refrigeración, con abundantes placas de hielo si es época estival.
Si las muestras no pueden enviarse para que lleguen al día siguiente, se pueden mantener en refrigeración por debajo de 8ºC durante varios días en la nevera.
Agradecemos a Eva Mª Frontera Carrion, profesora del departamento de Parasitarias de la Facultad Veterinaria de Cáceres, por la cesión de las fotografías utilizadas en este artículo.
1.- Manual Parasitología Veterinaria. M Cordero del Campillo; F.A. Rojo Vázquez.
2.- Atlas de parasitología ovina. Félix Valcárcel Sancho.
3.- Manual Merck de Veterinaria. Sexta Edición.
4.- Manejo integrado de parásitos en pequeños rumiantes. Cintli Martínez Ortiz de Montellano*, Juan Felipe de Jesús Torres Acosta, Nadia Florencia Ojeda Robertos, Laura González Reyes, Sara Atzin Muñoz Marín.